Las algas marinas no son solo el «pulmón» del océano; representan un recurso inagotable para la industria farmacéutica, cosmética y alimentaria. Sin embargo, intentar secuenciar su ARN (el proceso conocido como RNA-Seq) ha sido, históricamente, una pesadilla logística para los científicos.
A diferencia de las plantas terrestres comunes, las algas están cargadas de compuestos complejos: polifenoles y polisacáridos. Estas sustancias actúan como un «pegamento químico» que contamina las muestras, degrada el material genético y arruina los costosos experimentos de secuenciación.
Recientemente, un equipo de la University of Amsterdam liderado por Rob J. Dekker y Timo M. Breit ha publicado en la revista PLOS One el estudio más exhaustivo hasta la fecha para estandarizar estos procesos en 11 especies de algas comestibles de importancia comercial.
Puntos Clave
- Protocolos Específicos por Color: Las algas pardas requieren métodos basados en CTAB, mientras que las rojas y verdes se benefician de columnas de centrifugado.
- Eficiencia en Limpieza Genética: Los kits RiboFree y riboPOOL logran reducir el ruido del ARN ribosomal (rARN) a solo un 6% y 9%, respectivamente.
- Superación de Barreras Químicas: El estudio resuelve el problema de los polisacáridos y polifenoles que suelen «bloquear» las lecturas genéticas en macroalgas.
- Impacto en Seguridad Alimentaria: Estas herramientas permiten detectar virus y patógenos en cultivos de algas, asegurando la productividad de la acuicultura.
¿Cuál es el mejor método?
Para descifrar el transcriptoma (el conjunto de genes que se están expresando en un momento dado), primero hay que extraer el ARN con una pureza extrema. El equipo evaluó siete protocolos distintos: tres basados en CTAB (un detergente que ayuda a separar los ácidos nucleicos de los azúcares) y cuatro basados en columnas de sílice (más rápidos pero a veces menos eficaces en muestras complejas).
El Ganador para las Algas Pardas
Las algas pardas (Phaeophyceae), como la Saccharina latissima o el «sargazo japonés» (S. muticum), son ricas en alginatos y furanos. Para este grupo, los métodos CTAB1 y CTAB2 resultaron ser los campeones indiscutibles.
- Razón técnica: El uso de sales elevadas y detergentes catiónicos permite que los polisacáridos queden en la fase líquida mientras el ARN se recupera selectivamente.
- Resultado: Se obtuvieron los mayores rendimientos de ARN, esenciales para estudios de expresión génica profunda.
La Solución para Algas Rojas y Verdes
En especies como la Gracilaria (roja) o la Ulva (verde), la carga de polifenoles es menor, pero sus paredes celulares contienen agar y carregeninas que pueden gelificar las muestras. Aquí, los métodos de LogSpin y RNeasy-P (columnas de centrifugado) ofrecieron un equilibrio superior entre rapidez y calidad del material genético.
El Problema del «Ruido» Ribosomal
Incluso si se obtiene ARN puro, hay un obstáculo invisible: el ARN ribosomal (rARN). En una célula de alga, el rARN puede representar hasta el 90% de todo el ARN presente. Si un científico secuencia la muestra tal cual, gastará el 90% de su presupuesto «leyendo» información repetitiva que ya conoce, dejando solo un 10% para descubrir nuevos genes o virus.
Aquí es donde entra la depleción de rARN, un proceso de filtrado genético. El estudio comparó tres tecnologías comerciales líderes en el mercado, aplicándolas por primera vez de forma masiva en algas:
| Método | Eficiencia de Depleción (Promedio) | Tecnología Utilizada |
| RiboFree | 94% (Solo 6% de rARN residual) | Degradación selectiva por nucleasas |
| riboPOOL | 91% (9% de rARN residual) | Hibridación con sondas de ADN |
| Ribo-Zero Plant | 81% (19% de rARN residual) | Hibridación con sondas de oligonucleótidos |
«RiboFree y riboPOOL superaron significativamente a la opción estándar de la industria (Ribo-Zero), permitiendo una visión mucho más clara del genoma activo de las algas», reporta el estudio.
Metodología: Ciencia en la Matriz
El estudio no se limitó a unas pocas pruebas. Se diseñó un experimento tipo matriz donde cada una de las 11 especies pasó por múltiples rondas de extracción y secuenciación.
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- Recolección Local: Se utilizaron muestras frescas del Mar del Norte y estuarios de los Países Bajos para garantizar que la frescura no afectara la calidad del ARN.
- Molienda Criogénica: Los tejidos se pulverizaron con nitrógeno líquido a -196 °C para detener toda actividad biológica instantáneamente.
- Control de Calidad Riguroso: No se usaron solo máquinas automáticas; se analizó la relación entre las subunidades de ARN cytosolic 28S y 18S, un marcador mucho más fiable para organismos marinos que los estándares comunes de laboratorio.
- Bioinformática Avanzada: Se generaron ensamblajes de novo para comparar cuánta información útil (contigs) se podía recuperar tras aplicar cada kit de limpieza.
¿Por qué esto es vital para la acuicultura?
La importancia de este trabajo va más allá del laboratorio. La acuicultura de algas es una industria en explosión, pero enfrenta amenazas invisibles: los patógenos virales.
Hasta ahora, detectar un virus nuevo en una granja de algas era como buscar una aguja en un pajar debido a la falta de protocolos de secuenciación eficientes. Con los métodos validados por la University of Amsterdam, los investigadores ahora pueden:
- Identificar virus emergentes antes de que destruyan una cosecha completa.
- Estudiar la respuesta al estrés ambiental causado por el cambio climático.
- Optimizar la producción de bioplásticos y compuestos medicinales mediante ingeniería metabólica.
Limitaciones y Futuras Fronteras
A pesar del éxito, los autores advierten que la diversidad de las algas es tan vasta que estos resultados son un «punto de partida» y no una ley universal. El estudio incluyó seis especies pardas, cuatro rojas y solo una verde, lo que sugiere que aún queda trabajo por hacer para generalizar estos hallazgos a todas las especies de algas verdes del mundo. Además, factores como la estación del año o la contaminación local pueden alterar la composición química de las algas, afectando la extracción.
Contacto
Timo M. Breit
RNA Biology research group, Swammerdam Institute for Life Sciences, Faculty of Science, University of Amsterdam
Amsterdam, the Netherlands
Email: T.M.Breit@uva.nl
Referencia (acceso abierto)
Dekker RJ, Ensink WA, van Olst MF, van Leeuwen SM, de Leeuw WC, Jonker MJ, et al. (2026) Evaluation of RNA extraction and rRNA depletion protocols for RNA-Seq in eleven edible seaweed species from brown, red, and green algae. PLoS One 21(1): e0339896. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0339896
Editor de la revista digital AquaHoy. Biólogo Acuicultor titulado por la Universidad Nacional del Santa (UNS) y Máster en Gestión de la Ciencia y la Innovación por la Universidad Politécnica de Valencia, con diplomados en Innovación Empresarial y Gestión de la Innovación. Posee amplia experiencia en el sector acuícola y pesquero, habiendo liderado la Unidad de Innovación en Pesca del Programa Nacional de Innovación en Pesca y Acuicultura (PNIPA). Ha sido consultor senior en vigilancia tecnológica, formulador y asesor de proyectos de innovación, y docente en la UNS. Es miembro del Colegio de Biólogos del Perú y ha sido reconocido por la World Aquaculture Society (WAS) en 2016 por su aporte a la acuicultura.
